Kogu maailmas oma erakordse liigirikkusega silma paistnud Eesti puisniidud on poollooduslikud kooslused, mis vajavad inimese pidevat sekkumist. Ilma niitmise ja karjatamiseta hääbuvad need kiiresti.

Sama paradoks iseloomustab ajalooliselt ka sordiaretust. Oleme iga nisu-, odra- ja kartulitaime suuresti ise kujundanud. Nende algne genoom pärineb küll loodusest, kuid omadused on inimese valiku tulemus. Inimene on viimased 10 000 aastat kultuurtaimi pidevalt valinud, ristanud ja kujundanud ning kasutanud selleks üha täpsemaid tööriistu.

Ometi püsib avalikus arutelus hoiak, et kui aretaja molekulaarse tööriista järele haarab muutub olukord kardinaalselt. Justkui oleks kirvega raiutud palk olemuselt looduslik, aga laserlõikuriga töödeldud laud juba sünteetiline.

Kas looduslikul ja tehislikul sordil on üldse selge vahe ja selle üle on tänapäeval üldse mõtet arutleda? Küsimus on praegu eriti terav, sest Euroopa Liit üritab esimest korda ajaloos seda piiri seaduses määratleda. Liiatigi elame ajastul, kus tehisintellekti kiire areng võimaldab peatselt luua uusi sorte nii, et inimese otsene roll nende kavandamisel vajub tagaplaanile.

Vana meetod, uus hirm

Praeguse olukorra absurdsuse mõistmiseks peame vaatama üht vana ja üldtunnustatud aretustehnikat: mutatsiooniaretust. Teraviljaaretajad on alates 1930. aastatest kasutanud gammakiirgust ja keemilisi mutageene, et tekitada taimegenoomis juhuslikke mutatsioone. Rahvusvahelise Tuumaenergia Agentuuri andmebaasi kohaselt on ainuüksi kiiritamisega loodud üle 3400 registreeritud sordi1. Keegi ei nimeta neid sorte geneetiliselt muundatuks, keegi ei nõua nende märgistamist ega põhjalikku riskihindamist. Need on nn vanad head klassikalised sordid.

Mida see aga tegelikult tähendab? Gammakiirgusega töödeldud seemne genoomis tekib ühe põlvkonna kohta kümneid kuni sadu mutatsioone2,3. Keemiliste mutageenide puhul kohati isegi suurusjärgu võrra suurem4 (Joonis 1).

Mutatsiooniaretus ja täppisaretus kõrvuti. Gammakiirguse või keemilise mutageeniga (EMS) töödeldud odras tekib ligikaudu 1200 juhuslikku mutatsiooni kodeerivas alas, mille asukoht ja mõju jäävad teadmata, samas loetakse tulemus klassikaliseks sordiks. CRISPR/Cas-põhine täppisaretus tekitab ühe teadaoleva sihtmutatsiooni, kuid liigitatakse Euroopa Kohtu otsusega (C-528/16) geneetiliselt muundatud organismiks. Enamik CRISPR-taimede variatsioonidest tuleneb hoopis koekultuuris tekkivast somaklonaalvariatsioonist, mitte tehtud muudatusest endast.

Joonis 1. Mutatsiooniaretus vs täppisaretus.

Suurem osa neist on niinimetatud kaasreisijad, mis soovitud tunnust ei mõjuta. Küll aga võivad need mutatsioonid mõjutada paljusid teisi geene. See võib toimuda näiteks epigeneetiliste mehhanismide kaudu, mis paiknevad algse mutatsiooni lookusest kaugel5. Aretaja valib välja soovitud fenotüübi ja loodab, et ülejäänud sada mutatsiooni on kahjutud või ebaolulised. Täiendavaid analüüse ei tehtagi.

Võrdleme seda olukorda CRISPR/Cas-süsteemi abil tehtud muutustega. CRISPR/Cas oli algselt bakterite adaptiivse immuunsüsteemi mehhanism, mille aluspõhimõtteid on õppinud teadlased nüüd kasutama täppisgenoomika tööriistana6. Iroonilisel kombel põhineb see uueks ja tehislikuks peetav genoomitöötlus miljardite aastate vanusel bioloogilisel protsessil, mis kaitseb bakteri enda DNA-d.

Samas on sünteetilised keemilised mutageenid täielikult inimese loodud ja neil puudub looduses vaste. Klassikalise CRISPR/Cas9 süsteemiga saab aretaja tekitada ühe muutuse ühes konkreetses geenis, mille asukoht ja olemus on täpselt teada. Lisaks on teadlased viimastel aastatel hakanud taimede peal üha enam rakendama aluse- ja praimtoimetamist (ingl base editing ja prime editing). Need meetodid võimaldavad tekitada erisuguseid mutatsioone ilma DNA kaheahelalise katkestuseta, mis vähendab soovimatute muutuste riski veelgi7.

Muidugi pole ka CRISPR-süsteemid täiuslikud. Sihtmärgiväliseid mutatsioone ehk juhuslikke lõikeid genoomi teistes piirkondades nähti juba varajastes uuringutes8. Taimeuuringud on aga korduvalt näidanud, et CRISPR-Cas9 sihtmärgiväliste mutatsioonide sagedus on väga väike (Joonis 1). Soovimatud mutatsioonid ei teki taimes seejuures enamasti mitte sellepärast, et geenikäärid (Cas9) oleksid mööda lõiganud, vaid selle DNA-d mõjutavad juba laborile iseloomulikud kasvutingimused.
9,10,11.

Ka meie Maaelu Teadmuskeskuses (METK) loome CRISPR/Cas-metoodikaga uusi odraliine. Üks põnevam väljakutse on tekitada odras (Hordeum vulgare) laia funktsionaalsusega hormooni strigolaktooni biosünteesiraja geenides raaminihkemutatsioone. Sisuliselt lülitame teatud geenid lihtsalt välja, et seejärel uurida, kuidas muudab see taime omadusi ehk selle fenotüüpi. Eesmärk on saada aretisi, millel on rohkem külgvõrseid ja mis suudavad seetõttu umbrohuga paremini konkureerida12,13. Tulemus on üks täpselt teadaolev mutatsioon, mitte sada juhuslikku.

Ometi liigitab Euroopa Liit CRISPR-iga tehtud muudatused endiselt geneetiliselt muundatud organismide ehk GMO-de alla. See on kõige rangem regulatoorne kategooria. Samal ajal peetakse mutatsiooniaretusel tekkinud sadu juhuslikke mutatsioone klassikaliseks aretuseks ja neid ei reguleerita seega üldse14. Pole sugugi välistatud, et see niimoodi jääbki. Meie seadustes ei määra praegu n-ö looduslikkust mitte sekkumise ulatus ega teaduslik etteaimatavus, vaid üksnes tööriista uudsus.

Katse määratleda piiri

Pärast aastatepikkust poliitilist patiseisu, et mitte öelda vastuseisu, jõudsid Euroopa Parlament ja Nõukogu 2025. aasta detsembris uute genoomitehnikate (UAT, Uued AretusTehnikad) reguleerimises esialgsele kokkuleppele15,16. Euroopa Parlamendi täiskogu peaks uue määruse üle hääletama tänavu 18. mail. Kui see vastu võetakse, hakatakse reegleid kohaldama alles kaks aastat hiljem17.

Määrus loob kaks kategooriat. Esimesse rühma (UAT-1) kuuluvad taimed vabanevad GMO-staatusest, ega vaja vastavat märgistust. Nende genoomis on aretusvanematega võrreldes kuni 20 sihipärast muutust ja samad muutused võiksid tekkida ka looduslikult või klassikalise aretuse käigus. Sellised taimed läbiks lihtsustatud kontrollimenetluse ja nende järglasi ei pea enam uuesti kontrollima.

Teise rühma (UAT-2) liigitatakse keerulisemate muutustega taimed. Nendele laienevad endiselt senised GMO-reeglid. Näiteks taimed, mis taluvad herbitsiide või toodavad teadaolevaid putukamürke, on kantud välistusnimekirja ja ei kvalifitseeru seega UAT-1 kategooriasse mitte kunagi16 (Joonis 2).

Joonis 2. Euroopa Liidu uute aretustehnikate (UAT) otsustuspuu. Genoomtöödeldud taim liigitatakse nelja kriteeriumi — võõr-DNA puudumine, muudatuste arv ja suurus ning looduslik teostatavus — alusel kas UAT-1 (vabastatud GMO-staatusest) või UAT-2 kategooriasse. Cisgenees langeb paradoksaalselt UAT-2 alla, kuigi tulemus võib olla ristamisega saavutatavast eristamatu.

Joonis 2. Euroopa Liidu uute aretustehnikate (UAT) otsustuspuu.

See on kahtlemata samm edasi protsessikeskselt õigusaktilt tootekesksema lähenemise poole. Uued piirid tekitavad aga uusi küsimusi. Miks lubatakse just 20 modifikatsiooni ja 20 nukleotiidi pikkusi muutusi, mitte 15 või 30? Selle arvu teaduslik alus on õhuke. Euroopa Komisjoni Teadusuuringute Ühiskeskuse (JRC) arvutuste kohaselt on 19–21 nukleotiidi pikkune juhuslik järjestus lihtsalt piisavalt lühike, et esineda genoomis ka iseeneslikult. Seega on tegu pigem poliitilise kompromissi kui bioloogilise lävendiga.

Miks peetakse herbitsiidiresistentsust olemuslikult tehislikuks tunnuseks, kuid põuataluvust mitte? Mõlemat saab ju saavutada samasuguste molekulaarsete mehhanismidega. Küsimus on eriti kriitiline just kliimamuutuste tõttu. Uued taimepatogeenid ja kahjurid levivad üha kiiremini ning aretajad peavad suutma neile üha kiiremini reageerida.

Veelgi põhimõttelisem on küsimus: kuidas me tõendame, et konkreetne muutus poleks saanud tekkida looduslikult? Punktmutatsioonid ehk SNP-d tekivad spontaanselt iga genoomi igas põlvkonnas. Näiteks müürloogas (Arabidopsis) on see näitaja hinnanguliselt ~10⁻⁸ mutatsiooni nukleotiidi kohta18. Arvestades liigi genoomi suurust ja iseenesliku SNP-määra, tekib igas põlvkonnas ühe järglase kohta keskmiselt ~2,7 uut punktmutatsiooni.

Cisgenees, transgenees ja piiride piiratus

Uus UAT määrus ei hõlma kõiki sordiaretuse uuendusi. Näiteks cisgenees ehk geeni ülekandmine samast liigist või ristumisvõimeliselt sugulaselt jääb üldjuhul rangeimasse UAT-2 kategooriasse.

Põhjus on lihtne: terve geeni sisestamine ületab kehtestatud 20 nukleotiidi piiri. Seda isegi siis, kui saadud organism ei eristu geneetiliselt klassikalise ristamise tulemusest. Sugulise paljunemise raames, meioosi rekombinatsioonis liiguvad terved geenid kromosoomide vahel niikuinii. Cisgenees teeb sisuliselt sama, kuid siin valib aretaja ise välja konkreetse geeni ja selle uue asukoha.

Veel kaugemale jäävad transgenees ja sünteetiline bioloogia. Need suunad pakuvad võimalusi, mida traditsioonilise aretusega polegi võimalik saavutada. Näiteks saab teraviljade endospermi kasutada bioreaktorina, et toota rekombinantseid valke. Teadlased kasutavad riisi- ja maisiseemneid juba tootmisplatvormidena, mis sünteesivad inimese seerumialbumiini, vaktsiine ja antikehi19,20,21. Samuti on edukalt kasutatud odrateri, et toota antimikroobeid peptiide22. Need on tõeliselt transgeensed organismid, mille riskiprofiil on põhimõtteliselt teistsugune.

Siinkohal tasub aga meenutada, et ka soolekepikese (Escherichia coli) abil alates 1982. aastast toodetav rekombinantne insuliin on transgeenne toode. Ometi ei nimeta keegi seda enam tehislikuks. Transgeneesiga seotud riskid – eelkõige geenivool looduslikesse populatsioonidesse, allergeensus ja toksilisus – on kahtlemata reaalsed ning nõuavad ranget kontrolli.

Samas tasub märkida, et täppisaretuse ökoloogiline jalajälg on klassikalisest aretusest sageli väiksem. Sihipärane muutus ühes konkreetses geenis vähendab vajadust ulatusliku tagasiristamise ja suurte aretuspopulatsioonide järele. See omakorda säästab põllumaad ja säilitab bioloogilist mitmekesisust. Küsida tuleb hoopis, kas praegune GMO-menetlus on proportsionaalne ja õigustatud? Samuti on lahtine, kas selliste taimede kasvatamine kinnistes litsentseeritud kasvuhoonetes end majanduslikult üldse ära tasub.

Õnneks – jah, see on kallutatud arvamus – on see piir mujal maailmas juba hägustunud või kohati isegi kadunud. Argentina kehtestas 2015. aastal esimesena genoomitöötlusele selge õigusraamistiku ja vabastas sellega võõrast DNA-d mittesisaldavad taimed GMO-nõuetest23.

Nüüdseks on sama mudeli üle võtnud kümned riigid24. Ameerika Ühendriigid on läinud veelgi kaugemale: sealne põllumajandusministeeriumi (USDA) reegel vabastab taimetervisele ohutud taimed igasugustest piirangutest, sõltumata nende loomisel kasutatud meetodist. Hiina rakendab väikese riskiga sortidele aga kiirendatud menetlust.

Lõpptulemus on see, et Euroopa aretajad peavad töötama konkurentsikeskkonnas, kus sama tehnikat kasutavad kolleegid mujal maailmas jõuavad oma sortidega turule aastaid varem.

Poollooduslik tulevik

Uusi genoomimeetodeid võimendab tänapäeval tehisintellekt, kujundades sordiaretust üha kiiremas tempos. Tänapäevastes aretusprogrammides kasutatakse juba laialdaselt masinõppemudeleid. Nende abil optimeeritakse genoomivalikut, automatiseeritakse droonipiltide põhjal fenotüüpimist ning ennustatakse CRISPR-i juht-RNA (n-ö suunakoodide) tõhusust25,26. Ka meie Maaelu Teadmuskeskuse aretuslaboris automatiseerime robotplatvormide abil oma igapäevaseid töövooge.

Need muutused ei piirdu aga ainult laboriga. Põllulgi teevad fenotüüpimist, haldavad katsepõlde ja koristavad saaki üha enam automaatsüsteemid.

Järgmise kümne aasta jooksul võib juhtuda, et lihast ja luust “looduslik” inimene ei ole enam põhitöötegija, vaid hoopis kontrollija ja suunanäitaja. Tehisintellekt võtab üle aretuse igapäevase töö. Masinad hakkavad analüüsima genoomi-, fenoomi- ja keskkonnaandmeid, ennustama optimaalseid ristamisi ning disainima punktmutatsioone26.

Võime siinkohal küsida, kes on sellisel juhul uue sordi aretaja. MInu jaoks vastus lihtne: see on kogu varasem alusteadus. Just varasemad uuringud panid sellele tehnoloogilisele arengule aluse aja andsid materjali uute keelemudelite ehk tänapäevase tehisintellekti treenimiseks. Kas tulemus on siis ilmtingimata sünteetiline, kui oleme leidnud lihtsalt tõhusama viisi senist teadust rakendada?

Arvan, et see küsimus on olnud alati mõttetu. Iga kultuurtaim on olemuslikult poollooduslik või pooltehislik. Ta on küll kokku pandud looduslikest ehituskividest, kuid inimese huvide järgi. Viimase 10 000 aasta jooksul on muutunud ainult tööriistade täpsus, mitte sekkumise tuum ja eesmärk. Kui meil endilgi on juba raske eristada, kuidas mingi eesmärgini on jõutud, kelle huvides me neid tehislikke piire üldse seame? Sama hästi võiks küsida: kas selle teksti lugeja saab aru, kui suurel määral aitasid seda kirjutada keelemudelid.

Elurikkuse säilitamiseks peab inimene oma rohumaid niitma. Soovitud omaduste säilitamiseks vajab odrasort inimese või algoritmi valikut. Mõlemal juhul on tulemus poollooduslik. Võib-olla ongi see kõige ausam termin, millega kirjeldada kogu sordiaretust. Seega pole ehk küsimus selles, kas sordiaretus on looduslik või tehislik. Küsimus on hoopis selles, kas ühiskond on valmis tunnistama, et selget piiri pole kunagi eksisteerinud.

Kui me uusi tööriistu keelame või ülereguleerime, ei muutu see piir karvavõrdki reaalsemaks. Paraku muutuvad praegu kliima, kasvutingimused ja taimehaiguste levilad kiiremini, kui suudab traditsiooniline aretustsükkel reageerida. Sordid, mida me praegu uute meetoditega aretama ei hakka, kümne aasta pärast aga põllule ei jõua.

Artikkel ilmus pikemal kujul Schola Biotheoretica VII 2026. aasta kogumikus.

Kasutatud allikad
1. FAO/IAEA. Mutant Variety Database 2024. https://mvd.iaea.org/
2. Li, G. et al. 2016. Genome-wide sequencing of 41 rice (Oryza sativa L.) mutated lines reveals diverse mutations induced by fast-neutron irradiation. Molecular Plant 9: 1078–1081.
3. Shirasawa, K. et al. 2016. Genome-wide survey of artificial mutations induced by ethyl methanesulfonate and gamma rays in tomato. Plant Biotechnology Journal 14: 51–60.
4. Wu, J-L. et al. 2005. Chemical- and irradiation-induced mutants of indica rice IR64 for forward and reverse genetics. Plant Molecular Biology 59: 85–97.
5. Kawakatsu, T. et al. 2016. Epigenomic diversity in a global collection of Arabidopsis thaliana accessions. Cell 166: 492–505.
6. Jinek, M. et al. 2012. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science 337: 816–821.
7. Kaya, H. B. 2024. Base editing and prime editing. — Ricroch, A. et al. (eds.). A Roadmap for Plant Genome Editing. Cham: Springer, 17–37.
8. Fu, Y. et al. 2013. High-frequency off-target mutagenesis induced by CRISPR-Cas nucleases in human cells. Nature Biotechnology 31: 822–826.
9. Tang, X. et al. 2018. A large-scale whole-genome sequencing analysis reveals highly specific genome editing by both Cas9 and Cpf1 (Cas12a) nucleases in rice. Genome Biology 19: 84.
10. Li, J. et al. 2019. Whole genome sequencing reveals rare off-target mutations and considerable inherent genetic or/and somaclonal variations in CRISPR/Cas9-edited cotton plants. Plant Biotechnology Journal 17: 858–868.

11. Eckerstorfer, M. F. et al. 2019. An EU perspective on biosafety considerations for plants developed by genome editing and other new genetic modification techniques (nGMs). Frontiers in Bioengineering and Biotechnology 7: 31.
12. Butt, H.; Jamil, M.; Wang, J. Y.; Al-Babili, S.; Mahfouz, M. 2018. Engineering plant architecture via CRISPR/Cas9-mediated alteration of strigolactone biosynthesis. BMC Plant Biology 18: 174.
13. Marzec, M.; Gruszka, D.; Tylec, P.; Szarejko, I. 2016. Identification and functional analysis of the HvD14 gene involved in strigolactone signaling in Hordeum vulgare. Physiologia Plantarum 158: 341–355.
14. Euroopa Kohus. 2018. Otsus kohtuasjas C-528/16, Confédération paysanne jt, ECLI:EU:C:2018:583.
15. Euroopa Komisjon. 2023. Ettepanek: Euroopa Parlamendi ja Nõukogu määrus teatavate uute genoomitehnikate abil saadud taimede ning nendest valmistatud toidu ja sööda kohta. COM(2023) 411 final.
16. Euroopa Nõukogu. 2025. Pressiteade 1021/25: New genomic techniques: Council and Parliament strike deal to boost the competitiveness and sustainability of our food systems. 4. detsember 2025. https://www.consilium.europa.eu/en/press/press-releases/2025/12/04/
17. Euroopa Parlament. 2026. Legislative Train Schedule: Plants produced by certain new genomic techniques.
18. Monroe, J. G. et al. 2022. Mutation bias reflects natural selection in Arabidopsis thaliana. Nature 602: 101–105.
19. Ou, J. et al. 2014. Transgenic rice endosperm as a bioreactor for molecular pharming. Plant Cell Reports 33: 585–594.
20. Ramessar, K.; Sabalza, M.; Capell, T.; Christou, P. 2008. Maize plants: an ideal production platform for effective and safe molecular pharming. Plant Science 174: 409–419.

21. Fischer, R.; Buyel, J. F. 2020. Molecular farming — the slope of enlightenment. Biotechnology Advances 40: 107519.
22. Horvath, H. et al. 2000. The production of recombinant proteins in transgenic barley grains. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 97: 1914–1919.